Programando o Sistema Imune In Vivo: A Próxima Revolução das Terapias CAR

Por Leonardo Ribeiro Batista Silva e Martin Hernan Bonamino

O mais recente avanço da imunoterapia baseada em células expressando CAR (receptor quimérico de antígeno) inaugurou um novo e empolgante capítulo dessa tecnologia. Diversas abordagens vêm sendo desenvolvidas utilizando a estratégia de modificação genética in vivo, incluindo CAR-T, CAR-NK, macrófagos CAR (CAR-M) e CAR-T regulatórias (CAR-Treg), com enorme potencial em romper o paradigma terapêutico do câncer, de doenças autoimunes, senescência e transplantes de órgãos (1).

As plataformas atualmente disponíveis para geração dessas células baseiam-se predominantemente na modificação genética seguida de expansão celular ex vivo. Esse processo requer períodos prolongados de cultivo em ambientes assépticos, sob condições controladas, rígido processo de controle de qualidade do produto e posterior infusão no paciente. O atual modelo demanda uma infraestrutura especializada para produção sob boas práticas de fabricação (GMP), implicando custos elevados e desafios regulatórios para sua implementação (2,3).

Outra limitação importante decorre do fato de que os produtos aprovados comercialmente são baseados em tratamentos altamente personalizados, o que pode resultar em falhas no processo de fabricação e intervalos prolongados entre a coleta da leucoaférese do paciente e a administração do produto terapêutico. Consequentemente, esse modelo, além de estar associado a custos elevados, restringe a ampliação do acesso a terapia, especialmente para pacientes dependentes de sistemas públicos de saúde. Além disso, a cultivo celular prolongado e extensa manipulação ex vivo favorecem alterações fenotípicas relevantes, gerando heterogeneidade entre os produtos celulares e contribuindo para variabilidade na eficácia terapêutica (4,5).

Nesse cenário, a evolução das terapias CAR tem impulsionado uma estratégia promissora: a programação das células do sistema imune diretamente in vivo. Essa abordagem baseia-se no desenvolvimento de vetores capazes de reconhecer seletivamente células-alvo e entregar o transgene CAR diretamente no organismo. A premissa central do CAR in vivo é direcionar o vetor às células alvo desejadas, possibilitando a expansão in vivo das células geneticamente modificadas. Essa estratégia soluciona a necessidade de um longo tempo de fabricação e reduz os altos custos de manufatura. Além disso, possibilita a disponibilização de produtos de prateleira ou “off-the-shelf”, reduzindo as limitações de acesso associadas a terapias altamente personalizadas. Outra vantagem é a eliminação dos riscos relacionados à expansão celular ex vivo, como contaminações ou falhas no processo de produção que possam comprometer a viabilidade e a qualidade do produto terapêutico.

            O significativo avanço nas últimas décadas no desenvolvimento de uma ampla variedade de vetores de entrega gênica foi crucial para possibilitar um modelo eficaz de modificação genética diretamente no organismo. Dentre estes destacam-se os vetores lentivirais (LVs) e vetores adeno-associados (AAVs) e vetores não virais, principalmente as nanopartículas poliméricas (NPs), nanopartículas lipídicas (LNPs) (3).

Atualmente, os LVs constituem a principal plataforma para geração de células CAR-T tanto ex vivo como in vivo. Uma característica determinante nos LVs é a possibilidade de recorrer à pseudotipagem, que consiste na substituição de glicoproteínas de envelope viral que define o tropismo celular. A pseudotipagem mais usada envolve a glicoproteína do vírus da estomatite vesicular (VSV-G), sendo responsável por promover a entrada por endocitose mediada por receptor e fusão dependente de pH após interação, predominantemente, com o receptor de lipoproteína de baixa densidade (LDLR). Contudo, essa característica pode limitar aplicações in vivo, pois aumenta o risco de transdução inespecífica.  Para solucionar esse problema, pode-se introduzir mutações pontuais na estrutura da VSV-G, abolindo seu tropismo viral intrínseco, porém preservando sua capacidade fusogênica. Em seguida, torna-se essencial identificação de alvos específicos em células T para permitir transdução seletiva. Com esse propósito, a molécula de superfície CD3, componente central do complexo do receptor de células T (TCR), pode ser utilizada como alvo devido à sua expressão em todos os  linfócitos T. Outros antígenos-alvo em investigação incluem o CD7, associado a estados menos diferenciados de células T e também explorado na engenharia de células T e NK, e o CD5, constitutivamente expresso em células T e em subpopulações de células B. No entanto, o direcionamento a CD5 pode representar risco de transdução em células tumorais de neoplasias hematológicas derivadas da linhagem de células B durante terapias CAR-T in vivo (6–9).

As moléculas CD4 e CD8, também são alvos de escolha para geração de células CAR-T in vivo. Estudos em modelos animais demonstraram que células CAR-T geradas in vivo com direcionamento para CD4 apresentaram atividade antitumoral superior às direcionadas para CD8, possivelmente devido à maior propensão das células T CD8⁺ à exaustão funcional. De modo geral, os LVs permitem transdução eficiente de células T independente do estado de ciclagem celular, viabilizam a entrega de grandes cargas genéticas e promovem expressão estável e duradoura do transgene. Entretanto, sua aplicação ainda enfrenta limitações, como transdução off target (fora do alvo), imunogenicidade, complexidade de fabricação e risco de mutagênese insercional (9).

Uma segunda alternativa promissora envolve o emprego de nanopartículas lipídicas (LNPs). Essas partículas nanoestruturadas formadas por auto-montagem representam uma das plataformas não virais mais avançadas para entrega de ácidos nucleicos, com aplicações em vacinas de mRNA e terapia gênica. A elevada eficiência de vacinas baseadas em mRNA utilizando LNPs para entrega as células alvo está relacionada às suas características moleculares e a vantagens como desenvolvimento rápido, flexibilidade e menor incidência de efeitos adversos, evidenciadas durante o desenvolvimento de vacinas contra a COVID-19 (10) .

Estratégia terapia CAR-T in vivo (figura produzida por IA)

Recentemente, em publicação na Science, a Capstan Therapeutics reportou o desenvolvimento de tLNPs contendo um novo lipídio ionizável (L829) conjugado a anticorpos anti-CD8, capazes de entregar mRNA CAR diretamente a células T CD8⁺ in vivo. Em modelos de camundongos humanizados e primatas não humanos, as células CAR-T geradas in vivo demonstraram alta eficácia e perfil de segurança favorável no tratamento de câncer e doenças autoimunes. Em primatas, essa terapia promoveu depleção robusta de células B de memória CD20⁺, seguida de reconstituição do compartimento de células B, predominantemente células naïve, sugerindo um possível “reset” imunológico. Esses resultados evidenciam o potencial de estratégias CAR-T in vivo para associada à uma reprogramação imunológica duradoura mesmo se a expressão do CAR nos linfócitos T for transiente, já que o mRNA não sustenta a expressão do transgene por não se integrar ao genoma (11). Diversos grupos têm trabalhado no desenho, redesenho e otimização do mRNA para aumentar sua estabilidade e período de expressão nas células modificadas.

Levando o conceito de CAR‑T in vivo ao estado da arte, em publicação recente Nyberg e colaboradores realizaram a inserção dirigida do CAR no lócus TRAC (gene constante alfa do receptor de células T) via CRISPR, permitindo regulação fisiológica do CAR e reduzindo o risco de alterações genéticas em outros tipos celulares (off-target). Para a edição in vivo, os autores empregaram dois componentes complementares: o complexo Cas9–RNA‑guia, responsável pelo corte preciso do DNA no sítio‑alvo, e o cassete/transgene CAR flanqueado por sequências homólogas ao TRAC, que funciona como molde para reparo dirigido por homologia (HDR). O complexo Cas9–RNA‑guia foi entregue por um veículo de entrega envelopado (EDV) direcionado a células T por meio de ligação a CD3, estimulando a proliferação e favorecendo o mecanismo de HDR. Em paralelo, uma variante de AAV, desenvolvida para escapar de anticorpos anti‑AAV preexistentes, foi utilizada para entregar o molde de HDR; esse AAV apresentou entrada preferencial em células T e células NK por interação com CD7. Esse arranjo levou à inserção sítio‑específica da sequência CAR no gene TRAC. Em seguida, utilizando o modelo de camundongos humanizados, a administração combinada de EDV e AAV inseriu com sucesso a sequência de CAR em células T, conferindo reconhecimento de CD19 em células B. Em até duas semanas, as células T CAR expandiram, e sua atividade funcional foi evidenciada pela depleção de células B. As células T, CD4 e CD8 editadas exibiram marcadores de proliferação e ativação, mantendo características “stem‑like” (semelhantes às de células‑tronco), o que favorece a persistência de longo prazo e a proteção contra a recorrência da doença (10).

Já em uma das iniciativas mais avançadas, um estudo clínico recente de fase I utilizou a estratégia com vetor lentiviral (ESO-T01) no tratamento de pacientes com mieloma múltiplo refratário ou recidivado. A construção do vetor incluiu uma membrana viral modificada para superexpressar CD47, suprimindo a fagocitose mediada pelo sistema fagocítico mononuclear, além da incorporação de um nanobody anti-TCR, promovendo o direcionamento aos linfócitos T. Adicionalmente, a estratégia de nocaute para MHC-I foi incluída para reduzir a imunogenicidade. A construção do trangene CAR anti-BCMA foi composta por um domínio variável de cadeia pesada, associado à ao domínio transmembrana do CD8 humano e dos domínios coestimulatório 4–1BB e de ativação CD3 zeta (12).

Apesar de promissora, a abordagem apresentou um perfil de toxicidade significativo, uma vez que todos os pacientes do estudo desenvolveram eventos adversos graves (grau ≥3). Ainda assim, a terapia demonstrou eficácia relevante, com respostas objetivas em 4 de 5 pacientes e remissões completas em parte deles. Um óbito foi registrado, porém atribuído à progressão da doença, e não diretamente ao tratamento. Esses achados destacam o potencial transformador da estratégia, mas reforçam a necessidade de otimização do perfil de segurança dessa proposta antes de sua aplicação clínica (12).

Os recentes avanços nas estratégias de engenharia genética in vivo, associados ao desenvolvimento de novos vetores de entrega gênica, indicam uma mudança significativa no paradigma das terapias celulares. A integração entre plataformas virais e não virais, particularmente aquelas baseadas em nanopartículas lipídicas e mRNA, amplia as possibilidades de programação do sistema imune diretamente no organismo, reduzindo barreiras associadas à manufatura complexa das terapias celulares convencionais. Desafios técnicos, regulatórios e de segurança ainda devem ser superados, contudo os estudos atuais sugerem que essas abordagens poderão viabilizar terapias celulares mais acessíveis, escaláveis e aplicáveis a um espectro mais amplo de doenças, consolidando um novo horizonte para a imunoterapia de precisão.

Bibliografia

1.         Meng S, Hara T, Miura Y, Arao Y, Saito Y, Inoue K, et al. In Vivo Engineered CAR-T Cell Therapy: Lessons Built from COVID-19 mRNA Vaccines. Int J Mol Sci. 28 de março de 2025;26(7):3119. doi:10.3390/ijms26073119 PubMed PMID: 40243757; PubMed Central PMCID: PMC11988490.

2.         Chen Y, Xin Q, Qiu J, Zhu M, Li Z, Qiu J, et al. In vivo CAR-T cell engineering: concept, research progress, potential challenges and enhancement strategies. Exp Hematol Oncol. 18 de novembro de 2025;14(1):133. doi:10.1186/s40164-025-00725-5 PubMed PMID: 41250215; PubMed Central PMCID: PMC12625078.

3.         Xu J, Chen Z, Su L, Ren A, Mei H. In vivo CAR cell therapy: from bench to bedside. J Hematol Oncol. 20 de novembro de 2025;18(1):105. doi:10.1186/s13045-025-01759-2 PubMed PMID: 41261423; PubMed Central PMCID: PMC12632109.

4.         Short L, Holt RA, Cullis PR, Evgin L. Direct in vivo CAR T cell engineering. Trends Pharmacol Sci. maio de 2024;45(5):406–18. doi:10.1016/j.tips.2024.03.004 PubMed PMID: 38614815.

5.         Ayala Ceja M, Khericha M, Harris CM, Puig-Saus C, Chen YY. CAR-T cell manufacturing: Major process parameters and next-generation strategies. J Exp Med. 5 de fevereiro de 2024;221(2):e20230903. doi:10.1084/jem.20230903 PubMed PMID: 38226974; PubMed Central PMCID: PMC10791545.

6.         Finkelshtein D, Werman A, Novick D, Barak S, Rubinstein M. LDL receptor and its family members serve as the cellular receptors for vesicular stomatitis virus. Proc Natl Acad Sci U S A. 30 de abril de 2013;110(18):7306–11. doi:10.1073/pnas.1214441110 PubMed PMID: 23589850; PubMed Central PMCID: PMC3645523.

7.         Nikolic J, Belot L, Raux H, Legrand P, Gaudin Y, A Albertini A. Structural basis for the recognition of LDL-receptor family members by VSV glycoprotein. Nat Commun. 12 de março de 2018;9(1):1029. doi:10.1038/s41467-018-03432-4 PubMed PMID: 29531262; PubMed Central PMCID: PMC5847621.

8.         Zhou Q, Uhlig KM, Muth A, Kimpel J, Lévy C, Münch RC, et al. Exclusive Transduction of Human CD4+ T Cells upon Systemic Delivery of CD4-Targeted Lentiviral Vectors. J Immunol. 1^o de setembro de 2015;195(5):2493–501. doi:10.4049/jimmunol.1500956 PubMed PMID: 26232436.

9.         Frank AM, Buchholz CJ. Surface-Engineered Lentiviral Vectors for Selective Gene Transfer into Subtypes of Lymphocytes. Mol Ther Methods Clin Dev. 15 de março de 2019;12:19–31. doi:10.1016/j.omtm.2018.10.006 PubMed PMID: 30417026; PubMed Central PMCID: PMC6216101.

10.       Bimbo JF, van Diest E, Murphy DE, Ashoti A, Evers MJW, Narayanavari SA, et al. T cell-specific non-viral DNA delivery and in vivo CAR-T generation using targeted lipid nanoparticles. J Immunother Cancer. 13 de julho de 2025;13(7):e011759. doi:10.1136/jitc-2025-011759 PubMed PMID: 40659448; PubMed Central PMCID: PMC12258353.

11.       Hunter TL, Bao Y, Zhang Y, Matsuda D, Riener R, Wang A, et al. In vivo CAR T cell generation to treat cancer and autoimmune disease. Science. 19 de junho de 2025;388(6753):1311–7. doi:10.1126/science.ads8473 PubMed PMID: 40536974.

12.       In vivo generation of anti-BCMA CAR-T cells in relapsed or refractory multiple myeloma: a phase 1 study | Nature Medicine [Internet]. [citado 30 de março de 2026]. Disponível em: https://www.nature.com/articles/s41591-026-04244-6